M Thierry Prangé » Annuaire

Informations

Recherche :

Trois thèmes principaux autour de la biologie structurale et plus particulièrement par mise en œuvre de la diffraction X :

1- Étude les LTP (lipid Transfer Proteins) de plantes et de leurs modes de transport. (Collaboration avec des équipes de l’INRA (Dijon, Nantes, Nice).

2- Étude des interactions gaz-protéines (sous pression de 1 à 50 Bars). Approche des mécanismes de l’anesthésie générale. Gaz neutres, Ar, Xe, Kr, N2 ou bien réactifs (substrats) comme O2, CO, N2O.. (Collaborations avec une équipe de Caen et la Cie Sanofi).

3- Étude des architectures macromoléculaires sous très hautes pressions (de 1 à 20 kBars). (Collaboration avec des équipes des synchrotrons ESRF, Grenoble, et SOLEIL, Orsay, Gif)

1- Étude les LTP (lipid Transfer Proteins) de plantes et de leurs modes de transport.

Les LTP’s sont des protéines de transport impliquées dans de nombreux mécanismes dont celui de résistance induite chez les plantes. Les élicitines en font partie. Nous avons montré que l’association LTP – lipide peut prendre différents aspects, simples interactions hydrophobes, polaires, association des deux ou bien covalente :

A gauche : DIR-1, protéine de Défense Systémique Acquise (SAR) d’Arabidopsis thaliana complexée avec son peptide signal (cavité centrale hydrophobe). A droite : Oxylipine LTP1 d’orge, liée de façon covalente à son lipide effecteur (acide -céto, hydroxy-9 oxo-10 -octadecen 12(Z)- oïque). Ces deux exemples illustrent la diversité de mode de liaison des transporteurs de lipides avec leur substrat.

2- Étude des interactions gaz-protéines (sous pression de 1 à 50 Bars).

Approche des mécanismes de l’anesthésie générale. Gaz neutres, Ar, Xe, Kr, N2 ou bien réactifs (substrats) comme O2, CO, N2O.

Des gaz monoatomiques comme le xénon et le krypton s’insèrent facilement dans les cavités hydrophobes internes des protéines. Les complexes protéine-gaz correspondants ont été utilisés pour « phaser » les cartes de densités électroniques soit par méthode MIR (xénon), soit méthode MAD (krypton). Cette technique est maintenant devenue une méthode de routine.

Structure du site actif de l’urate oxydase d’Aspergillus flavus. Cette oxydase est capable d’utiliser l’oxygène de l’air sans besoin d’activation par un co-facteur. Deux sites : celui du substrat (acide urique, ici un inhibiteur, la 8-aza xanthine) et celui du réactif (l’oxygène). A gauche, à pression ordinaire, le site de l’oxygène est normalement occupé par une molécule d’eau. Sous pression d’oxygène (> 20 bars) on distingue nettement qu’une molécule d’oxygène prend sa place.

Le xénon comme le N2O sont des gaz utilisés comme anesthésiants en chirurgie. Leur mécanisme d’action n’est pas encore élucidé. La diffraction X a été utilisée sur des protéines modèles des récepteurs NMDA dans l’approche de cette étude.

A gauche : tetramère d’urate oxydase montrant les 4 sites xénon (avec celui de l’inhibiteur 8-azaxanthin). Droite : Le complexe xénon-Elastase, le xénon se place dans le site active près de la surface.

3- Étude des architectures macromoléculaires sous très hautes pressions (de 1 à 20 kBars).

Le but est d’analyser l’influence de la pression P sur la mise en évidence d’états intermédiaires réactionnels des macromolécules et de les stabiliser. De nombreuses protéines ont été analysées, comme des virus et des acides nucléiques. Ces derniers, support du code génétique, se sont montré particulièrement résistants à la pression, bien au delà de ce que beaucoup de protéines peuvent supporter. Le mécanisme de déformation a été analysé :

A gauche : un cristal d’octamère d(GGTATACC)2 est sélectionné, monté dans une cellule de pression. Au milieu : Diagrammes de diffraction comparés à pression ordinaire et à 1,8 GPa (18.000 atm). On voit clairement les « méridiennes » se déplacer, signe de la compression de la double hélice. A droite : structure de la double hélice d’ADN-A (déduite des taches de Bragg) à pression ordinaire (en vert) et 1,8 GPa (en rouge). La déformation est très anisotrope, les jonctions Watson-Crick ne sont pratiquement pas affectées, par contre la compression de l’hélice est très importante, elle passe de 2,9 Å à 2,6 Å.

Publications sélectionnées

Thème 1 :

– « The 1.45 Å resolution structure of the cryptogein cholesterol complex. A close up view of a sterol carrier protein (SCP) active site. » M.B. Lascombe, M. Ponchet, P. Venard, M. L. Milat, J. P. Blein and Thierry Prangé. Acta Crystallogr. (2002) D58, 1442-1447.

– « The defective in induced resistance protein of Arabidopsis thaliana, DIR1, is a new type of lipid transfer protein. » M.B. Lascombe, B. Bakan, N. Buhot, D. Marion, J.P. Blein, C. Lamb and T. Prangé Protein Sci. (2008) 17, 1522-1530.

– « The crystal structure of oxylipin-conjugated barley LTP1 highlights the unique plasticity of the hydrophobic cavity of these plant lipid binding proteins ». B. Bakan, M. Hamberg, V. Larue, T. Prangé, D. Marion and M.B. Lascombe. Biochem. Biophys. Res. Commun. (2009) 390, 780-785.

Thème 2 :

– « Use of noble gases xenon and krypton as heavy atoms in protein structure determination. » M. Schiltz, R. Fourme and T. Prangé. Methods in Enzymology, (2004). 374, 83-119.

– « Protein crystallography under xenon and nitrous oxide pressure : Comparisons with in vivo pharmacology studies and implications in the mechanism of inhaled anesthetic action ». N. Colloc’h, J. Sopkova de Oliveira Santos, P. Retailleau, J. J. Risso, M. Lemaire, T. Prangé and J. H. Abraini. Biophys. J. (2007) 92, 217-224.

– « Oxygen pressurized crystallography : Probing the dioxygen binding site in cofactorless urate oxidase and implication for its catalytic mechanism. ». N. Colloc’h, L. Gabison, J. Sopkova-de Oliveira Santos, M. El Hajji, B. Castro, J. H. Abraini and T. Prangé. Biophys J. (2008) 95, 2415-2422.

– « Structural analysis of Urate oxydase in complex with its natural substrate inhibited by cyanide : Mechanistic implication ». L. Gabison, T. Prangé, N. Colloc’h, M. El Hajji, B. Castro and M. Chiadmi. B.M.C. Struct. Biol. (2008) 8, 32.

– « Comment la bio-cristallographie permet de proposer un mécanisme d’action des gaz anesthésiques ». N. Colloc’h, J. Abraini et T. Prangé. Reflet de la physique (2010). 19, 10-13.

– « A pressure-response crystallographic study of urate oxidase with xenon and nitrous oxide ». G. Marassio, T. Prangé, H.N. David, J. Sopkova-de Olivera-Santos, L. Gabison, N. delcroix, J.H. Abraini and N. Colloc’h. FASEB. J. (2011) 25, 2266-2275.

Thème 3 :

– « Adaptation of base-paired double helix molecular architecture to extreme hydrostatic pressure”. E. Girard, T. Prangé, A. C. Dhaussy, E. Migianu-Griffoni, M. Lecouvey, J. C. Chervin, M. Mezouar, R. Kahn and R. Fourme. Nucleic Acid. Res. (2007) 35, 4800-4808.

– « Structure-function perturbation and dissociation of tetrameric urate oxydase by high hydrostatic pressure ». E. Girard, S. Maréchal, J. Perez, S. Finet, R. Kahn, R. Fourme, G. Marassio, A.C. D’Haussy, T. Prangé, M. Giffard, F. Dulin, F. Bonneté, R. Lange, J. Abraini, M. Mézouar and N. Colloc’h. Biophys. J. (2010) 98, 2365-2373.

– « A new paradigm for MX beamlines derived for HPMX methodology and results ». R. Fourme, E. Girard, A.C. Dhaussy, T. Prangé, I. Ascone, M. Mezouar and R. Kahn. J. synchr. Rad. (2011) 18, 31-36.